非酒精性脂肪性肝炎（NASH）是非酒精性脂肪性肝病（NAFLD）炎症亚型，其特征包括5%以上的肝细胞脂肪变合并小叶内炎症和肝细胞气球样变。NAFLD的患病率呈逐年上升趋势，全球患病率为30.1%，其中NASH全球患病率为5.27%［1-2］，NASH发病机制复杂，至今尚未阐明。脂质代谢紊乱在NASH中发挥着重要的作用[3]。AMP活化蛋白激酶(AMPK)调节脂质代谢的多个方面，激活的AMPK可通过作用其下游靶点，调节肝脏脂质代谢，炎症、氧化应激等，从而预防和治疗NAFLD［4-5］。调控AMPK/SREBP-1c/ACC通路可以有效减少脂质的合成，延缓NASH的发展。萆薢来源于薯蓣科植物萆薢的干燥根茎，具有利湿祛浊、祛风除痹的功效，临床上常用于治疗风湿痹痛，关节不利，腰膝疼痛等［6］。萆薢的主要提取物为萆薢总皂苷（TSD），其主要有效成分薯蓣皂苷及其水解产物薯蓣皂苷元有保护肝脏、降低血脂、抗氧化、抗动脉粥样硬化、抗炎、防治NAFLD等作用［7-8］。本课题组前期研究结果表明［9-11］，TSD有抗动脉粥样硬化、促进尿酸排泄、抗炎镇痛等作用，显著改善动脉粥样硬化大鼠肝脏脂质蓄积、脂肪变性和炎症。有研究报道，薯蓣皂苷元通过AMPK/ACC/SREBP-1途径抑制肝脏新生脂肪生成，增加脂肪酸氧化来防治NAFLD，也可通过AMPK信号通路改善棕榈酸诱导的L02细胞的脂质蓄积[12-13]。因此推测TSD可能通过调节AMPK/SREBP-1c/ACC通路减少脂质合成从而显著改善小鼠NASH。本研究通过高脂高胆固醇饮食+20%果糖水构建小鼠NASH模型，并用TSD进行治疗，检测AMPK/SREBP-1c/ACC通路关键蛋白表达，探讨TSD对小鼠NASH的作用及对AMPK/SREBP-1c/ACC通路的影响，为临床上TSD防治NASH提供实验依据。1 材料1.1　动物SPF级C57BL/6J小鼠（雄性，5周龄）共48只，体质量18~22 g。购自浙江省实验动物中心，动物合格证号SCXK（浙）2019-0004；实验动物使用许可证号SYXK（皖）2020-001。饲养条件12 h/12 h明暗交替环境，温度22~25 °C，相对湿度45%~65%。所有动物实验操作部分均经安徽中医药大学动物伦理委员会审批，批准号AHUCM-mouse-2023078。1.2　药物与试剂TSD（批号20220528）由本课题组制备，制备方法［14］：粉萆薢药材10 kg，切片粉碎，用95%乙醇回流提取3次，合并提取液，水浴蒸干加入适量水混匀，用等量石油醚提取2次，弃去石油醚萃取液，水液再用等量的水饱和正丁醇萃取2次，合并正丁醇萃取液，水浴蒸干后得浸膏，真空干燥至恒重，即得萆薢总皂苷。采用紫分光光度法测定萆薢总皂苷含量为58.78%。阿托伐他汀钙片（辉瑞制药有限公司，批号CG7097）；结晶果糖（眦县甘醇商贸有限公司，批号GBT/26762）；甘油三酯（TG）、总胆固醇（TC）、丙氨酸氨基转移酶（ALT）、天冬氨酸氨基转移酶（AST）、γ-谷氨酰转移酶（GGT）试剂盒（南京建成生物工程研究所，批号分别为A110-1-1、A111-1-1、C009-2-1、C010-2-1、C017-2-1）；白细胞介素-1β（IL-1β）、肿瘤坏死因子-α（TNF-α）酶联免疫吸附测定法（ELISA）试剂盒（江苏酶免实业有限公司，批号分别为MM-0040M2、MM-0132M2）；游离脂肪酸（FFA）ELISA检测试剂盒（南京建成生物研究所，批号20201105）；苏木素-伊红（HE）染液、油红O染液、Masson染色试剂、AMPK抗体、β-actin（β-肌动蛋白）抗体（武汉赛维尔生物科技有限公司，批号分别为G1003、G1015、G1006、GB11266、GB2330）；磷酸化（p）-AMPK抗体（美国Affinity Biosciences公司，批号AF3423）；SREBP-1c抗体、ACC抗体、p-ACC抗体（美国ImmunoWay生物科技公司，批号分别为YT6055、YT0075、YP0620）；高脂高胆固醇饲料配方［15］：82.5%基础饲料+5%猪油+5%白糖+5%蛋黄粉+2%胆固醇+0.5%胆盐（安徽省动物实验中心）。1.3　仪器Donatello型自动组织脱水机（DIAPATH公司）；TB-718型生物组织包埋机（湖北泰维电子有限公司）；NOVA型超薄切片机（LKB公司）；318C+型酶标仪（上海沛欧分析仪器有限公司）；BX81型倒置显微镜（日本Olympus公司）；HT-300型基础电泳仪、转膜仪（北京鸿涛基业科技发展有限责任公司）；Flour Chem M型凝胶成像分析仪（美国Protein Simple公司）；HT7800型透射电子显微镜（株式会社日立制作所）；ZZ-6型小鼠自主活动测试仪（成都泰盟软件有限公司）。2 方法2.1　动物分组、造模及给药将48只C57BL/6J雄性小鼠分为正常组（n=8）和造模组（n=40），正常组饲喂普通饲料、造模组用普通饲料和高脂高胆固醇饲料混合饲喂，适应性喂养1周后，继续饲喂高脂高胆固醇饲料［15］，同时将饮水换为20%果糖水［16］。根据研究，16周后造模组小鼠肝脏会出现5%以上的肝细胞脂肪变合并小叶内炎症和肝细胞气球样变，代表小鼠NASH模型复制成功［17］。将造模组小鼠随机分为模型组，阿托伐他汀组（4 mg·kg-1·d-1），TSD高、中、低剂量组（200、60、20 mg·kg-1·d-1），每组8只，连续灌胃给药治疗8周［17］。末次给药后禁食不禁水12 h，眼眶取血，分离血清；打开腹腔，取肝脏称重，分别置于4%多聚甲醛固定和-80 ℃冻存备用。2.2　小鼠一般行为状态、体质量和自主活动度的测定自造模起，每日观察小鼠的毛发色泽，精神状态。每周称小鼠体质量1次；分别于给药前和给药后第2、4、6、8周将小鼠放入自主活动测试仪中，使其适应5 min，记录5 min内的水平运动得分和垂直运动得分之和为小鼠总的自主活动量［18］。2.3　肝脏大体形态的观察和肝脏系数的测定肉眼观察小鼠肝脏大体形态，称取肝脏质量，计算肝脏系数［17］。2.4　肝组织指标测定称取肝脏，按照TC、TG试剂盒说明书进行操作，用酶标仪检测吸光度，计算肝脏TC、TG水平。按照ELISA试剂盒说明书测定FFA水平。2.5　血清指标检测吸取血清，按照试剂盒说明书进行操作，测定血清中TC、TG、AST、ALT、GGT水平。按照ELISA试剂盒说明书测定IL-1β和TNF-α水平。2.6　肝脏组织病理学观察和肝脏非酒精性脂肪性肝病活动评分将肝脏置于通用型组织固定液中固定24 h，放入脱水机中进行脱水，浸蜡，包埋、修整蜡块、切片、制作石蜡切片。石蜡切片脱蜡、水洗用HE染液进行染色、脱水封片。显微镜下观察肝脏病理变化。按照小鼠肝脏中肝细胞脂肪变性、小叶内炎症、肝细胞气球样变情况进行非酒精性脂肪性肝病活动评分（NAS）［19］。2.7　油红O染色观察将肝脏组织放入通用型组织固定液中固定24 h，脱水后放入包埋台上用OCT包埋剂进行包埋，将包埋台放入冰冻切片机上进行切片，切片厚度8~10 µm，制作冰冻切片。固定切片、染色、甘油明胶封片，显微镜下观察。采集图像在Image J软件下测定染色面积和肝脏总面积比值，即为肝脏组织阳染面积。2.8　Masson染色观察同HE法制作石蜡切片，后脱蜡、水洗、放入Masson染液中浸泡染色，用1%乙酸漂洗分化、无水乙醇脱水，透明封片，并在显微镜下进行拍照观察。2.9　透射电镜观察新鲜肝脏在电镜固定液中切割成1 mm3的小组织块，后转移至新电镜液中进行固定，再用1%锇酸避光室温固定2 h、0.1 mol·L-1磷酸盐缓冲液漂洗、室温脱水、渗透包埋、聚合、切片、用2%饱和乙醇溶液和2.6%枸橼酸铅溶液进行避光染色，于透射电子显微镜下观察。2.10　蛋白免疫印迹法（Western blot）检测肝脏组织蛋白用含有PMSF和磷酸酶抑制剂的RIPA裂解液裂解肝组织，4 ℃、12 000 r·min-1离心10 min（离心半径8.8 cm），收集上清即为总蛋白。按照需求配置不同浓度的SDS-PAGE胶进行电泳。将蛋白样品转移到PVDF膜上，放入5%脱脂奶粉中，在摇床上室温封闭2 h；放入按抗体说明书稀释的一抗p-AMPK（1∶1 000）、AMPK（1∶1 000）、SREBP-1c（1∶1 000）、p-ACC（1∶1 000）、ACC（1：1 000）、β-actin（1∶1 000）中，4 ℃孵育过夜；快速洗膜，放入二抗中，在摇床上孵育1.5 h；快速洗膜，滴加ECL发光液，放入化学发光仪中曝光。Image J软件分析。2.11　统计学方法使用SPSS 23.0统计软件进行数据分析。结果用x¯±s表示，多组间比较采用单因素方差分析，组间两两比较采用最小显著性差异法（LSD）检验，P0.05表示差异具有统计学意义。3 结果3.1　TSD对小鼠一般状况、体质量和自主活动度的影响正常组小鼠毛色有光泽、活跃，喜攀爬，进食正常。模型组小鼠毛色灰暗，进食量少、活动少、常蜷缩在角落。正常组小鼠体质量稳定增长，其余各组小鼠体质量增长缓慢，各给药组小鼠体质量有所增加。与正常组比较，模型组小鼠活动度明显降低（P0.05，P0.01）；与模型组比较，阿托伐他汀组小鼠活动度明显增加（P0.05）。见表1、表2。10.13422/j.cnki.syfjx.20231419.T001表1萆薢总皂苷对NASH小鼠自主活动度的影响 （x¯±s，n=8）Table 1Effect of TSD on autonomous activity in NASH mice （x¯±s，n=8）组别剂量/mg·kg-10周2周4周6周8周正常组154.75±35.72193.88±45.31173.50±43.81169.00±44.04164.50±29.03模型组110.13±24.462）146.63±34.941）132.38±28.481）123.38±23.622）127.75±37.741）阿托伐他汀组4112.88±7.72162.75±40.74152.25±26.09158.63±31.223）158.38±41.97TSD高剂量组200116.50±42.26153.50±45.40131.88±38.20137.50±36.00128.25±30.29TSD中剂量组60109.88±27.65151.00±43.75127.75±30.06123.88±31.62122.25±29.40TSD低剂量组20118.50±21.86153.75±22.41134.50±32.25115.25±32.70128.50±21.47注：与正常组比较1）P0.05，2）P0.01；与模型组比较3）P0.05，4）P0.01（表2-表8同）次10.13422/j.cnki.syfjx.20231419.T002表2萆薢总皂苷对NASH小鼠体质量的影响 （x¯±s，n=8）Table 2Effect of TSD on body weight of NASH mice （x¯±s，n=8）组别剂量/mg·kg-10周2周4周6周8周正常组27.78±1.4828.14±1.2828.06±1.1128.53±1.7527.81±2.31模型组23.13±1.282）22.46±1.292）22.85±1.222）22.85±0.842）23.70±0.882）阿托伐他汀组423.79±0.8323.40±0.9323.34±1.1024.04±1.193）23.54±1.27TSD高剂量组20023.25±0.9323.53±1.1122.58±0.8722.58±1.3323.21±1.19TSD中剂量组6024.65±0.754）24.74±0.914）24.40±0.604）24.93±0.594）24.50±0.90TSD低剂量组2024.34±1.143）24.31±0.784）24.03±0.693）24.99±1.004）25.03±1.45g3.2　TSD对NASH小鼠肝脏大体形态和肝脏系数的影响正常组小鼠肝脏表面光滑、质韧，无颗粒感、颜色呈深红色，模型组小鼠肝脏颜色偏黄、体积微增大、切面有明显油腻感、纹路斑驳、边缘圆钝。与正常组比较，模型组小鼠肝脏系数显著升高（P0.01）。与模型组比较，TSD高剂量组和阿托伐他汀组小鼠肝脏表面颜色正常，体积较模型组略小，TSD中、低剂量组肝脏表面颜色稍黄，边缘略钝。肝脏系数明显降低（P0.05，P0.01）。见图1、表3。10.13422/j.cnki.syfjx.20231419.F001图1萆薢总皂苷对NASH小鼠肝脏大体形态、病理组织学、脂质蓄积、纤维化和超微结构的影响Fig.1Effect of TSD on liver gross morphology，histopathology，lipid accumulation，fibrosis，ultrastructure of NASH mice注：A.正常组；B.模型组；C.4 mg·kg-1·d-1阿托伐他汀组；D-F.200、60、20 mg·kg-1·d-1萆薢总皂苷组（图2同）10.13422/j.cnki.syfjx.20231419.T003表3萆薢总皂苷对NASH小鼠肝脏系数的影响 （x¯±s，n=8）Table 3Effect of TSD on liver index of NASH mice （x¯±s，n=8）组别剂量/mg·kg-1肝湿重/g体质量/g肝脏系数/%正常组1.02±0.1327.81±2.313.68±0.58模型组1.16±0.131）23.70±0.882）4.90±0.692）阿托伐他汀组40.98±0.104）23.54±1.274.18±0.434）TSD高剂量组2000.98±0.114）23.21±1.194.22±0.353）TSD中剂量组601.05±0.1324.50±0.904.27±0.563）TSD低剂量组201.10±0.1025.03±1.454.41±0.373.3　TSD对NASH小鼠肝脏TC、TG、FFA的影响与正常组比较，模型组小鼠肝脏TC、TG、FFA显著升高（P0.01）；与模型组比较，TSD高、中剂量组和阿托伐他汀组，上述指标均显著降低（P0.01）。见表4。10.13422/j.cnki.syfjx.20231419.T004表4萆薢总皂苷对NASH小鼠肝脏TC、TG、FFA水平的影响 （x¯±s，n=8）Table 4Effect of TSD on TC， TG and FFA levels in the liver of NASH mice （x¯±s，n=8）组别剂量/mg·kg-1TCTGFFA正常组58.70±11.86107.96±20.1371.97±12.35模型组127.02±28.252）191.31±37.622）121.45±22.722）阿托伐他汀组484.55±9.314）135.37±20.074）79.86±15.244）TSD高剂量组20090.53±12.494）142.55±21.544）95.27±12.284）TSD中剂量组6097.18±15.224）150.34±26.694）99.16±11.584）TSD低剂量组20113.47±17.42161.49±24.633）105.20±14.073）μmol·g-13.4　TSD对NASH小鼠血清TC、TG、AST、ALT、GGT的影响与正常组比较，模型组小鼠血清TC、TG、AST、ALT、GGT水平显著升高（P0.01），与模型组比较，TSD高、中剂量组和阿托伐他汀组，上述指标均明显降低（P0.01，P0.05），表明TSD可以改善NASH小鼠脂质代谢紊乱和肝功能。见表5。10.13422/j.cnki.syfjx.20231419.T005表5萆薢总皂苷对NASH小鼠血清TC、TG、AST、ALT、GGT的影响 （x¯±s，n=8）Table 5Effect of TSD on serum TC， TG， AST， ALT， GGT in NASH mice （x¯±s，n=8）组别剂量/mg·kg-1TC/mmol·L-1TG/mmol·L-1ALT/U·L-1AST/U·L-1GGT/U·L-1正常组2.52±0.421.28±0.1828.54±4.1377.42±20.1924.15±3.92模型组6.66±0.852）2.64±0.652）58.96±7.602）202.08±33.322）58.52±12.572）阿托伐他汀组43.98±0.614）1.78±0.214）36.32±5.794）119.13±33.994）35.39±6.614）TSD高剂量组2004.06±0.584）1.97±0.334）39.36±7.184）148.26±20.684）39.41±6.434）TSD中剂量组604.17±0.544）2.19±0.363）46.89±9.324）166.08±22.474）42.39±7.534）TSD低剂量组204.77±0.624）2.39±0.3256.69±10.07186.16±25.2546.13±8.674）3.5　TSD对NASH小鼠血清IL-1β、TNF-α水平的影响与正常组比较，模型组小鼠血清IL-1β、TNF-α水平显著升高（P0.01），与模型组比较，TSD各剂量组和阿托伐他汀组上述指标均明显降低（P0.05，P0.01）。说明TSD可以显著降低NASH小鼠的炎症反应。见表6。10.13422/j.cnki.syfjx.20231419.T006表6萆薢总皂苷对NASH小鼠血清IL-1β、TNF-α水平的影响 （x¯±s，n=8）Table 6Effect of TSD on serum IL-1β，TNF-α levels in NASH mice （x¯±s，n=8）组别剂量/mg·kg-1IL-1βTNF-α正常组14.30±3.29102.25±21.73模型组35.87±6.062）239.83±26.892）阿托伐他汀组420.49±3.274）121.60±15.694）TSD高剂量组20023.05±3.474）126.43±16.314）TSD中剂量组6026.18±3.684）137.29±14.354）TSD低剂量组2030.62±4.633）163.05±22.874）ng·L-13.6　TSD对NASH小鼠肝脏组织病理学变化和NAS评分的影响正常组小鼠肝脏组织结构完整，肝索排列整齐，肝窦明显可见，无明显肝脏脂肪变性，空泡，未见肿胀。模型组小鼠肝脏组织结构欠完整，肝索排列不整齐，肝窦受到挤压缩小，有明显的脂肪变性，气球样变和炎细胞浸润；NAS评分显著高于正常组（P0.01）。与模型组比较，TSD各剂量组和阿托伐他汀组肝细胞内脂肪变性程度减少，大小不一的空泡减少，细胞肿胀减轻，炎细胞浸润减少，NAS评分明显降低（P0.05，P0.01）。见图1、表7。表明TSD可以改善NASH小鼠的肝脏组织病理学变化。10.13422/j.cnki.syfjx.20231419.T007表7萆薢总皂苷对NASH小鼠肝脏NAS评分及脂质蓄积的影响 （x¯±s，n=8）Table 7Effect of TSD on NAS score and lipid accumulation in liver of NASH mice （x¯±s，n=8）组别剂量/mg·kg-1脂肪变/分小叶炎症/分气球变/分NAS评分/分阳染面积/%正常组0.00±0.000.00±0.000.00±0.000.00±0.002.91±0.64模型组2.25±0.462）1.50±0.532）0.88±0.832）4.63±1.692）44.55±16.542）阿托伐他汀组41.25±0.464）0.38±0.524）0.50±0.532.13±0.994）19.99±12.234）TSD高剂量组2001.25±0.464）0.63±0.524）0.50±0.532.38±0.924）22.69±10.374）TSD中剂量组601.38±0.524）0.50±0.534）0.63±0.522.50±0.764）27.94±9.694）TSD低剂量组201.75±0.463）0.88±0.643）0.88±0.353.50±0.763）33.40±5.723）3.7　TSD对NASH小鼠肝脏脂质蓄积的影响正常组小鼠肝细胞排列整齐，肝脏无红染情况。模型组小鼠肝细胞内有大量红染，表明肝细胞内有大量脂质沉积（P0.01）。与模型组比较，TSD各剂量组和阿托伐他汀组小鼠肝脏红染减少（P0.05，P0.01），表明肝脏脂质沉积明显减少。见图1。3.8　TSD对NASH小鼠肝脏纤维化的影响正常组小鼠肝小叶结构清晰，没有明显的胶原沉积，模型组小鼠肝细胞排列紊乱，可见明显脂肪空泡，两肝小叶之间可观察到胶原纤维沉积，表明可能处于纤维组织增生期。各给药组脂肪空泡有所改善，胶原沉积均有不同程度的减少。见图1。3.9　TSD对NASH小鼠肝脏超微结构的影响正常组小鼠肝细胞形态正常、细胞膜完整、细胞核居中，且核膜完整。细胞内可见大量线粒体、内质网和少量微小脂滴。模型组肝细胞内有大量大小不一的脂质空泡，线粒体变性，内质网扩张，其他细胞器数量明显减少。给药后细胞胞浆中脂质空泡减少，多种细胞器和细胞内含物未出现异常现象。见图1。3.10　TSD对NASH小鼠肝脏p-AMPK/AMPK、SREBP-1c、p-ACC、ACC蛋白表达的影响与正常组比较，模型组小鼠肝脏p-AMPK/AMPK、p-ACC蛋白表达显著降低（P0.01），SREBP-1c、ACC蛋白表达显著升高（P0.01）。与模型组比较，TSD高剂量组和阿托伐他汀组小鼠肝脏p-AMPK/AMPK、p-ACC蛋白表达明显升高（P0.05，P0.01），SREBP-1c、ACC显著降低（P0.01）。见图2、表8。10.13422/j.cnki.syfjx.20231419.F002图2TSD对NASH小鼠p-AMPK/AMPK、SREBP-1c、p-ACC、ACC蛋白表达电泳Fig.2Electrophoresis of TSD on expression of p-AMPK/AMPK， SREBP-1c， p-ACC， ACC proteins in NASH mice10.13422/j.cnki.syfjx.20231419.T008表8TSD对NASH小鼠p-AMPK/AMPK、SREBP-1c、p-ACC、ACC蛋白表达的影响 （x¯±s，n=3）Table 8Effect of TSD on expression of p-AMPK/AMPK， SREBP-1c， p-ACC， ACC proteins in NASH mice （x¯±s，n=3）组别剂量/mg·kg-1p-AMPK/AMPKSREBP-1c/β-actinp-ACC/β-actinACC/β-actin正常组1.08±0.040.46±0.041.04±0.060.60±0.15模型组0.63±0.062）0.84±0.032）0.70±0.052）0.97±0.072）阿托伐他汀组40.97±0.124）0.50±0.104）0.92±0.133）0.64±0.014）TSD高剂量组2000.98±0.034）0.52±0.154）0.91±0.213）0.60±0.034）TSD中剂量组600.81±0.083）0.66±0.140.80±0.020.68±0.074）TSD低剂量组200.76±0.150.77±0.110.65±0.030.78±0.103）4 讨论关于NASH的发病机制目前被广泛接受的是“二次打击”假说和“多重打击”假说，肝脏脂质蓄积是NASH发病机制中的重要因素［20-21］。影响肝脏脂质蓄积的因素有很多，包括脂肪酸的摄取和输出、新生脂肪的生成和脂肪酸的β氧化，当这些途径之间的平衡改变时，肝脏脂质开始蓄积［22］。过度的脂质蓄积及脂质代谢产物诱发的脂毒性和氧化应激，促进NASH的发生发展［3］。因此减少肝脏脂质的蓄积是治疗NASH的有效方法。目前仍未有治疗NASH的有效药物，包括饮食和锻炼在内的生活方式的干预是预防和治疗NASH的有效策略，当体质量减轻7%~10%时对NASH的治疗有效［1］。指南中推荐使用的药物有维生素、吡格列酮等，但这些药物的安全性和有效性存在着争议［23-24］。新药的研发主要从调节糖脂代谢、减轻炎症、减少纤维化等方面入手［25］。高脂高胆固醇饮食会增加肝脏氧化应激和凋亡，促进纤维化的形成，从而使NAFLD更快的进展为NASH［26］。本实验小鼠饲喂高脂高胆固醇饲料+20%果糖，肝脏TC、TG、FFA和血清TC、TG、AST、ALT、GGT、IL-1β、TNF-α含量显著升高，肝脏出现脂质沉积；HE染色肝细胞出现明显的脂肪变性、小叶内炎症和肝细胞气球样变；Masson染色肝组织出现纤维组织增生。表明小鼠NASH模型复制成功。经TSD和阿托伐他汀干预后，NASH小鼠肝功能明显改善，血脂、肝脏脂质和炎症反应明显降低、肝脏组织病理损伤和脂质蓄积程度明显减轻。TSD对小鼠活动度无明显影响，提示TSD对NASH的作用不是由于小鼠运动的增加而改善的。AMPK/SREBP-1c/ACC信号通路可以调节脂质的合成，在NASH的发生发展中发挥着重要的作用。AMPK可以通过AMPKα亚基Thr172位点磷酸化来激活，从而调控其下游分子SREBP-1c、ACC等，减少肝脏的脂质合成，加速脂肪酸的β氧化［27］。SREBP-1c是脂肪生成蛋白的主要调节因子，其活性受到AMPK的控制，AMPK活性增加可以下调SREBP-1c的表达，导致脂肪的生成和脂质蓄积减少，从而改善肝脏脂肪变性［28］。ACC的活性受到AMPK的调节，Ser79和Ser212作为ACC1和ACC2上的AMPK蛋白磷酸化位点，其磷酸化可以加速脂质分解，抑制脂肪酸与胆固醇的合成，减少肝脏脂质蓄积，当AMPK的活性受到抑制，SREBP-1c的表达增加，从而使下游ACC的表达增加［29，4］。本实验结果显示TSD可以增加p-AMPK、p-ACC的表达，抑制SREBP-1c、ACC的表达，表明TSD可能通过调控AMPK/SREBP-1c/ACC信号通路减少肝脏脂质蓄积，从而改善小鼠NASH。综上所述，采用高脂高胆固醇饲料+20%果糖水喂养小鼠16周可以成功复制小鼠NASH模型，TSD可以降低NASH小鼠肝脂质、血脂、肝脏系数、改善肝功能，减轻肝脏组织病理学损伤和脂质蓄积；增加p-AMPK、p-ACC的表达，降低SREBP-1c、ACC蛋白表达。因此，TSD可能通过调节AMPK/SREBP-1c/ACC信号通路减少脂质合成，从而改善小鼠NASH。